商品簡介 

目前最常用的蛋白濃度定量檢測方法有兩種，即Bradford法和BCA法。BCA法定量檢測蛋白的基本原理是基於雙縮脲反應，即在堿性條件下，Cu2+被蛋白質還原成Cu+，隨後Cu+與BCA（Bicinchonic acid，一種顯色劑）發生螯合反應，每兩分子BCA螯合一個Cu+，生成紫色的水溶性覆合物，該物質在562 nm處有最高吸收值，且顏色深淺與蛋白質濃度一定範圍內成正比，因此可用於蛋白質的定量檢測，蛋白濃度在50-2000 μg/mL濃度範圍內有較好的線性關系。

本方法不受絕大部分樣品中化學物質的影響，可以兼容樣品中高濃度的去垢劑，包括濃度高達5%的SDS，5%的Triton X-100，5%的Tween-20、60、80等。但螯合劑和高濃度還原劑會影響檢測結果，需確保樣品中無EGTA，EDTA濃度低於10 mM，DTT低於1 mM，β-巰基乙醇低於1 mM。如樣品中含有螯合劑或還原劑，可考慮Servicebio其他產品 G2001 Bradford法蛋白定量檢測試劑盒。


實驗步驟

1. 配制蛋白標準貯備液：取1 mL蛋白標準配制液加入到蛋白標準品（BSA）蛋白標準管中，將25 mg蛋白標準品完全溶解，即得到濃度為25 mg/mL的蛋白標準貯備液。配制成的蛋白標準溶液可-20℃長期保存。

2. 配制蛋白標準工作液：取適量25 mg/mL蛋白標準貯備液，用PBS或生理鹽水稀釋50倍，得到終濃度為0.5 mg/mL的蛋白標準工作液。注意 :稀釋時按照10倍梯度方法稀釋，確保稀釋準確。

3. 繪制標準曲線（酶標儀法）：將蛋白標準工作液分別按0，1，2，4，8，12，16，20 μL加到96孔板中，然後用PBS或生理鹽水依次加20，19，18，16，12，8，4，0 μL將上述梯度工作液補足到20 μL。得到蛋白濃度依次為0，25，50，100，200，300，400，500 μg/mL的梯度曲線。

4. 準備待測樣品：將待測的蛋白樣品進行適當稀釋（可通過預實驗檢測，使樣品蛋白濃度在標準曲線範圍內，確保檢測結果可信），按照每個樣品20 μL的量加到96孔板中。待測樣品與蛋白標準品用相同溶液稀釋。

5. 配制BCA顯色工作液：將BCA試劑與硫酸銅溶液按照50:1體積比充分混合均勻，得到BCA顯色工作液。BCA顯色工作液可室溫保存，24 h內使用。每個待測樣品需200 μL，建議按需配制，避免浪費。

6. 檢測：向標準曲線樣品孔及待測樣品孔中每孔加入BCA顯色工作液200 μL，充分混勻（可將96孔板放在振蕩器上振蕩30 s），37℃反應30 min後，以標準曲線0號做參比，在562 nm波長下比色測定，記錄各孔吸光度值。（註：也可以在室溫反應2 h，或60℃反應30 min。如果蛋白濃度較低，建議置於60℃反應）

7. 計算：以標準曲線中梯度蛋白含量（μg/mL）為橫坐標，吸光值為縱坐標，繪出標準曲線。根據所測樣品的吸光值，在標準曲線上即可查得相應孔中待測樣品的蛋白濃度（μg/mL），再乘以樣品稀釋倍數即為待測樣品實際蛋白濃度。